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Curso Gratuito MF1739_3 Procedimientos Experimentales con Órganos Aislados, Tejidos y Células de Animales

Duración: 90
EURO60ab76cb36d8a
Valoración: 4.8 /5 basada en 50 revisores
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Para qué te prepara este curso subvencionado Curso Gratuito MF1739_3 Procedimientos Experimentales con Órganos Aislados, Tejidos y Células de Animales:

La presente formación se ajusta al itinerario formativo del Módulo Formativo MF1739_3 Procedimientos Experimentales con Órganos Aislados, Tejidos y Células de Animales, certificando el haber superado las distintas Unidades de Competencia en él incluidas, y va dirigido a la acreditación de las Competencias Profesionales adquiridas a través de la experiencia laboral y de la formación no formal, vía por la que va a optar a la obtención del correspondiente Certificado de Profesionalidad, a través de las respectivas convocatorias que vayan publicando las distintas Comunidades Autónomas, así como el propio Ministerio de Trabajo (Real Decreto 1224/2009 de reconocimiento de las competencias profesionales adquiridas por experiencia laboral).

A quién va dirigido:

Este curso está dirigido a los profesionales del mundo de la agraria, concretamente en realización de procedimientos experimentales con animales para investigación y otros fines científicos, dentro del área profesional ganadería, y a todas aquellas personas interesadas en adquirir conocimientos necesarios para realizar procedimientos experimentales con órganos aislados, tejidos y células de animales.

Objetivos de este curso subvencionado Curso Gratuito MF1739_3 Procedimientos Experimentales con Órganos Aislados, Tejidos y Células de Animales:

- Aplicar técnicas de mantenimiento de órganos aislados, tejidos y células animales mediante el empleo de equipos, soluciones y medios de cultivo específicos. - Aplicar técnicas de obtención de órganos o tejidos animales según protocolos habituales. - Aplicar técnicas de criopreservación de cultivos de células animales según protocolos para su conservación. - Aplicar procedimientos experimentales con órganos aislados, tejidos y células animales que permitan obtener resultados de investigación.

Salidas Laborales:

Desarrolla su actividad profesional por cuenta ajena en organismos e instituciones públicas o privadas que realizan actividades de experimentación con animales, preferentemente laboratorios de experimentación biológica y unidades de estabulación de animales para la experimentación, en unidades de investigación hospitalarias, farmacéuticas, institutos de investigación y centros de toxicología y de medio ambiente, centros de enseñanza universitaria, empresas de biotecnología y de servicios a I+D, así como en empresas suministradoras de animales para experimentación, dependiendo de un superior responsable de los procedimientos para la experimentación y otros fines científicos.

 

Resumen:

En el ámbito de la agraria, es necesario conocer los diferentes campos de la realización de procedimientos experimentales con animales para investigación y otros fines científicos, dentro del área profesional ganadería. Así, con el presente curso se pretende aportar los conocimientos necesarios para realizar procedimientos experimentales con órganos aislados, tejidos y células de animales.

Titulación:

Certificado de Aprovechamiento de haber cursado la formación que le Acredita las Unidades de Competencia recogidas en el Módulo Formativo MF1739_3 Procedimientos Experimentales con Órganos Aislados, Tejidos y Células de Animales, regulado en el Real Decreto RD 983/2013, de 13 de diciembre, por el que se establece el Certificado de Profesionalidad AGAN0212 Realización de Procedimientos Experimentales con Animales para Investigación y Otros Fines Científicos.

Metodología:

Entre el material entregado en este curso se adjunta un documento llamado Guía del Alumno dónde aparece un horario de tutorías telefónicas y una dirección de e-mail dónde podrá enviar sus consultas, dudas y ejercicios. Además recibirá los materiales didácticos que incluye el curso para poder consultarlos en cualquier momento y conservarlos una vez finalizado el mismo.La metodología a seguir es ir avanzando a lo largo del itinerario de aprendizaje online, que cuenta con una serie de temas y ejercicios. Para su evaluación, el alumno/a deberá completar todos los ejercicios propuestos en el curso. La titulación será remitida al alumno/a por correo una vez se haya comprobado que ha completado el itinerario de aprendizaje satisfactoriamente.

Temario:


MÓDULO 1. Procedimientos Experimentales con Órganos Aislados, Tejidos y Células de Animales

UNIDAD DIDÁCTICA 1. CULTIVOS DE CÉLULAS, TEJIDOS Y ÓRGANOS PROCEDENTES DE ANIMALES
  1. Histología y fisiología celular básica.
  2. ? Concepto de morfología y fisiología
  3. ? Niveles de organización. Relación entre estructura y función
  4. ? Clasificación de los tejidos
  5. Proliferación y diferenciación celular. Adhesión celular.
  6. ? Concepto de proliferación y diferenciación celular (especialización)
  7. ? Factores reguladores: Señales endógenas y exógenas
  8. ? Contacto directo célula-célula. Moléculas de adhesión
  9. Tipos de células básicas y características tanto morfológicas como fisiológicas.
  10. ? Célula procariota: estructura y funciones básicas
  11. ? Célula eucariota: Organización, estructura y función de los diferentes orgánulos celulares, organización función del núcleo.
  12. ? Descripción de algunos tipos de células que se suelen utilizar en cultivos celulares: tumorales, epiteliales, Tejido conjuntivo, Tejido muscular, Tejido nervioso, Sangre, tejidos linfoides y Células madre.
  13. Métodos alternativos al empleo de animales en investigación.
  14. ? Ventajas de los ensayos in vitro: Ética y legislación, Control del medio extracelular, Homogeneidad de la muestra, Disminución del gasto y tiempo, objetivables y cuantificables, precisión, reproducibilidad, etc.
  15. ? Limitaciones: Excesiva sensibilidad, Límite de producción, Inestabilidad, Validación del modelo, etc.
  16. Obtención de células. Cultivos celulares primarios. Obtención de una línea celular.
  17. ? Sistemas para la obtención de células: Banco de células o aislamiento a partir de un tejido
  18. ? Métodos de aislamiento del tejido, disección/disgregación
  19. ? Requisitos especiales para el cultivo de células primarias
  20. ? Ventajas e inconvenientes de la utilización de células primarias.
  21. ? Conservación o mantenimiento células primarias. Requisitos especiales para el cultivo de células primarias.
  22. Evolución de las líneas celulares y líneas celulares inmortalizadas. Desarrollo de líneas celulares continuas.
  23. ? Tipos de líneas celulares establecidas. Células en monocapa y células en suspensión. Células inmortalizadas y transformadas
  24. ? Preparación de las líneas.
  25. ? Control de los cultivos celulares (pH, sobrecrecimiento, estado del medio, contaminación, etc.)
  26. ? Recuento de células. Preparación de células en suspensión y de células adherentes. Uso del hemocitómetro.
  27. ? Subcultivos de células. Curva de crecimiento.
  28. ? Métodos para aumentar la producción.
  29. ? Ventajas y desventajas de la líneas celulares estables
  30. Bases de datos y bancos de líneas celulares y material biológico:
  31. ? Qué es un banco de células
  32. ? Bancos internacionales más importantes: American Type Culture Collection (ATCC) y European Collection of Cell Cultures (ECACC), etc.
  33. ? Otros bancos de células: Banco Nacional de Líneas Celulares, etc.
  34. Anatomía básica de órganos y tejidos empleados en investigación in vitro.
  35. ? Órganos y tejidos más comunes: hígado, corazón, riñón, páncreas, branquias, encéfalo, piel, sangre, etc
  36. ? Ingeniería de tejidos
  37. Modelos con órganos y tejidos para procedimientos in vitro:
  38. ? Cultivo y baños de órganos
  39. ? Órganos perfundidos
  40. ? Explantes de órganos
  41. ? Órganos reconstituidos
  42. ? Ventajas e inconvenientes de los diversos tipos de modelos in vitro
  43. Cultivos de órganos:
  44. ? Disección de órganos y tejidos para su extracción.
  45. ? Baños de tejidos y órganos. Equipamiento y medios de conservación.
  46. ? Obtención de explantes. Tamaño de la muestra, Perfusión de la muestra y equipamiento
UNIDAD DIDÁCTICA 2. MANIPULACIÓN DE CULTIVOS CELULARES Y CRIOPRESERVACIÓN
  1. Equipos y material empleados en los cultivos de células y su mantenimiento:
  2. ? Cabinas de flujo laminar: tipos (vertical y horizontal) y nivel de protección (clase I, II y III)
  3. ? Incubadores: mantenimiento del nivel de CO2, temperatura y humedad
  4. ? Microscopios: Estándar e invertidos con ópticas de contraste de fases
  5. ? Frigoríficos, congeladores (de -20º y -80º C) y equipo de criogenia (unidad de almacenamiento en nitrógeno líquido (-196º C) de líneas celulares)
  6. ? Equipos de esterilización y filtración: autoclaves, esterilización por gas, por calor seco, sistema de filtración, purificación de agua, etc.
  7. ? Otros instrumentos: Balanzas, Baño termostático, centrífugas refrigeradas y no refrigeradas, Equipos de purificación de agua, Micropipetas de volumen variable o de volumen fijo, pHmetro, Pipeteadores automáticos
  8. ? Recipientes para cultivos: Placas de Petri, Multiplacas, Frascos de Roux de diferentes formas y tamaños o Especiales, como las «roller bottles» o con portaobjetos
  9. Protocolos de trabajo en cabina de flujo laminar y en poyata de laboratorio.
  10. ? Inicio del trabajo en cabina: encendido y puesta a punto de la cabina, desinfección y recomendaciones para el trabajador.
  11. ? Durante la manipulación: distribución del material y utilización de la zona de trabajo, control del flujo y turbulencias de aire, actuación ante un vertido de material contaminado y alarmas.
  12. ? Al finalizar el trabajo: Limpieza, vaciado de material, apagado y cerrado de la cabina
  13. ? Mantenimiento: semanal (limpieza y desinfección de superficie y paredes, mensualmente (revisión de válvulas interiores) y anualmente se certificará por una entidad cualificada.
  14. ? Mesa de trabajo o poyata de laboratorio: orden, limpieza y desinfección
  15. Protocolos de manejo de placas de cultivos.
  16. ? Apertura del material estéril dentro de la cabina
  17. ? Marcaje de las placas en la tapa y en un lateral de la base, de manera distinta para cada placa, para evitar intercambiar tapas.
  18. ? Toma del medio con la pipeta y transferencia a la placa entreabierta (no retirar la tapa)
  19. ? Tratamiento como residuo según riesgo biológico del cultivo
  20. Áreas de un laboratorio de cultivo de tejidos.
  21. ? Área de preparación de medios: equipamiento
  22. ? Área de limpieza y esterilización: dimensiones mínimas, organización y equipamiento (máquinas de lavado de material y esterilizadores)
  23. ? Área de transferencia: cabina de flujo laminar/seguridad biológica y otros equipos
  24. ? Área de incubación o cámaras de crecimiento: control de iluminación, temperatura y humedad. Alarmas
  25. Lavado, esterilización y preparación de materiales:
  26. ? Vidrio: pipetas, probetas, vasos, matraces y botellas de vidrio para preparación, almacenamiento y clasificación de medios y reactivos
  27. ? Plástico: Cultivos en placas y botellas, tubos de ensayo para diferentes técnicas y preparación de alícuotas de los reactivos
  28. ? Lavado, preparación y esterilización del material: área específica del laboratorio, con el método y desinfectantes adecuados
  29. ? Métodos de esterilización: Calor directo, flameado; Calor seco, Horno Pasteur y Calor Húmedo, Autoclave
  30. Contaminaciones cruzadas y microbiológicas y su prevención.
  31. ? Principales contaminantes: microorganismos, otras líneas celulares del laboratorio y contaminación química
  32. ? Fuentes de la contaminación accidental: origen del cultivo tejido o células, proceso de manipulación del cultivo, empleo de reactivos biológicos contaminados, material contaminado y ambiente de trabajo
  33. ? Prevención para evitar contaminaciones: obtener siempre los cultivos de centros reconocidos que certifiquen el origen; trabajar bajo unas correctas normas de trabajo, limpieza y esterilidad, utilización de Inhibidores del crecimiento de los contaminantes (antibióticos y antifúngicos), etc.
  34. Características y naturaleza del sustrato en cultivos celulares.
  35. ? Tipos de sustratos
  36. ? Factores de adhesión celular
  37. ? Interacciones células?substrato: Medios semisólidos: matrices.
  38. ? Métodos de disgregación celular: mecánicos, químicos y enzimáticos
  39. Medios y reactivos de cultivo celular. Características principales, preparación y renovación.
  40. ? Características de los medios de cultivo celular: composición, osmoralidad, viscosidad, tensión superficial, especificidad, pH, capacidad tamponadora, esterilidad, etc.
  41. ? Componentes y suplementos: Agua, sales, glucosa, aminoácidos y vitaminas. Suero, factores de crecimiento y otros suplementos específicos. Indicador de pH. Pautas par el suplemento con antibioticos
  42. ? Tipos de medios. Medios libres de suero.
  43. ? Opciones para la elección, en polvo, líquido concentrado o listo para usar
  44. ? Preparación de medios líquidos, a partir de polvo (filtración) o esterilizados en autoclave
  45. ? Opciones para la elección, en polvo, líquido concentrado o listo para usar
  46. ? Preparación de medios líquidos, a partir de polvo (filtración), concentrados o esterilizables en autoclave
  47. Factores de crecimiento y supervivencia de células en cultivo.
  48. ? Hormonas y factores de crecimiento
  49. ? Suero. tipos; suero de ternera (CF), suero bovino fetal (FCS) el suero de caballo (HS) y suero humano (HuS). Sustitutivos del suero
  50. ? Factores que afectan a la supervivencia de las células en un cultivo
  51. Técnicas de mantenimiento de células en cultivo. Criopreservación de líneas celulares y métodos de identificación. Productos de criopreservación celular.
  52. ? Proceso de almacenamiento por congelación con agentes crioconservantes (glicerol, DMSO,...).
  53. ? Disminución progresiva de temperaturas hasta utilizar depósitos con nitrógeno líquido. Sistemas automáticos para la reducción progresiva y controlada de la temperatura.
  54. ? Factores que se favorecen con la criopreservación
  55. ? Identificación: Datos mínimos de indentificación de cada vial
  56. ? Procedimiento de descongelación
  57. Empleo de cultivos celulares con fines experimentales. Detección de actividad metabólica y toxicológica.
  58. ? Aplicaciones: estudio de las propias células, clonación, el cáncer, biología del desarrollo, investigación en biología celular y bioquímica, en farmacología y toxicología, obtención de anticuerpos u hormonas, técnicas diagnósticas, etc.
  59. ? Ventajas de la utilización de cultivos celulares en el campo de la toxicidad
  60. ? Limitaciones de los ensayos in Vitro para estudios de toxicidad
  61. ? Ensayos utilizados en pruebas de citotoxicidad: Pruebas citológicas: observación al microscopio, Pruebas bioquímicas. Pruebas de viabilidad (de respuesta inmediata o de corto plazo y de respuesta a largo plazo o de supervivencia)
  62. ? Células asesinas
  63. ? Requisitos de las pruebas de citotoxicidad
  64. ? Preparación de las células efectoras y diana
  65. ? Prueba de citotoxicidad
  66. ? Resultados e interpretación
UNIDAD DIDÁCTICA 3. PROCEDIMIENTOS EXPERIMENTALES CON ÓRGANOS AISLADOS, TEJIDOS Y CÉLULAS ANIMALES
  1. Experimentos con cultivos de tejidos de origen animal mediante su exposición a sustancias o elementos terapéuticos o tóxicos.
  2. ? Estudios del efecto de diferentes sustancias en cultivos con tejidos y órganos diana. Aplicaciones
  3. ? Estudios del efecto de diferentes sustancias en cultivos de células (primarias o líneas establecidas). Aplicaciones
  4. Técnicas de valoración del crecimiento y la viabilidad celular.
  5. ? Rojo neutro
  6. ? Prueba MTT
  7. ? Liberación al medio de la láctico deshidrogenasa (LDH)
  8. ? Ensayos de fluorescencia
  9. ? Toxicidad relativa: (concentración efectiva en el 50 % de las células)
  10. Recolección de células y sus productos.
  11. ? Recolección de las células de los cultivos: centrifugación continua o filtración y extracción en régimen continuo
  12. ? Sistemas cromatográficos para el aislamiento y purificación de las toxinas. Equipos relacionados
  13. Prevención de riesgos laborales en la manipulación de órganos, tejidos y células.
  14. ? Principales riesgos biológicos
  15. ? Evaluación de riesgos: Propiedades intrínsecas del cultivo celular, como resultado de la modificación genética, como resultado de una infección con agentes patógenos. Condiciones de trabajo
  16. ? Normas de trabajo en los laboratorios de cultivos celulares
UNIDAD DIDÁCTICA 4. INSTRUMENTACIÓN Y MÉTODOS DE REGISTRO DE SEÑALES A PARTIR DE ÓRGANOS AISLADOS, TEJIDOS Y CÉLULAS ANIMALES
  1. Procesamiento de señales:
  2. ? Esquema general: transductor, amplificador y sistema de registro
  3. ? Equipos de espectroscopia de Bioimpedancia eléctrica
  4. ? Equipos de medida de la biomasa
  5. Transductores: de fuerza, de presión, de temperatura.
  6. Electrodos para biopotenciales y bioquímicos.
  7. Ruidos en la salida de datos y métodos de filtrado.
  8. Programas informáticos de recogida de datos.
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Desarrolla su actividad profesional por cuenta ajena en organismos e instituciones públicas o privadas que realizan actividades de experimentación con animales, preferentemente laboratorios de experimentación biológica y unidades de estabulación de animales para la experimentación, en unidades de investigación hospitalarias, farmacéuticas, institutos de investigación y centros de toxicología y de medio ambiente, centros de enseñanza universitaria, empresas de biotecnología y de servicios a I+D, así como en empresas suministradoras de animales para experimentación, dependiendo de un superior responsable de los procedimientos para la experimentación y otros fines científicos.

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21 octubre, 2021 Deja tu cometario

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